18 июня 2016г.
Наиболее важной особенностью биосферы является присутствие механизмов, которые обеспечивают непрерывный круговорот веществ, биосферных процессов и неисчерпаемость отдельных химических элементов. Стабильность природных биогеоценозов поддерживается благодаря механизмам саморегуляции круговоротов биогенных элементов. В связи с увеличением антропогенной нагрузки на биосферу, почва, находясь в динамичном равновесии с другими компонентами окружающей среды, в большей мере подвергается деструкционным процессам. Вещества, поступающие в почву в ходе деятельности человека, включаются в естественные циклы, тем самым нарушают функционирование почвенной биоты [4].
В наши дни, как никогда прежде, человечество столкнулось с непрерывно возрастающими отходами пластиков, которых существует свыше 400 различных видов, 41 % из них используется в упаковке. Безвредность, низкая стоимость и высокая эстетика – это определяющие условия ускоренного роста использования полиэтилена как упаковочного материала. Полимерные отходы являются механическими загрязнителями, так как химически инертны, обладают высокой прочностью, водостойкостью, что затрудняет их утилизацию после применения. Основное количество полимерных отходов уничтожают захоронением в почву или сжиганием.
Объекты и методы исследований
В качестве объектов исследований выбраны модельные экосистемы на основе светло-каштановых почв Астраханской области, в которых наблюдается деструкция полимерсодержащих материалов - ПСМ (полиэтиленовый пакет, пищевая пленка, полиэтиленовая пленка).
Модельные экосистемы представляют собой сосуд с 1 кг сухой почвы, с внесенными образцами полимерных материалов. ПСМ в первой модельной системе является полиэтиленовая пленка (МС- I), во второй - полиэтиленовый пакет (МС- II), в третьей - пищевая пленка - (МС - III).
В работе использовались общепринятые стандартные и модифицированные методы исследования. В ходе экспериментальных работ производили изучение численности микроорганизмов, выделенных со смывов полимерсодержащих материалов на контрольных точках – 32, 72, 94 месяца [5]; изучение интенсивности круговоротов биогенных элементов, таких как азот, фосфор, сера и углерод [1, 3, 7]; проводили выделение жироокисляющих, маслянокислых микроорганизмов [1,2]; выявление продуктов биодеградации полимерных материалов [6].
Результаты исследований
Для выделения различных физиологических групп микроорганизмов в течении 94-х месяцев экспозиции периодически проводили смывы с исследуемых полимерных материалов в стерильной воде с последующим высевом на питательные среды (ПА для выделения микроорганизмов, использующие органические формы азота; агар Чапека - микроорганизмов, использующие неорганические формы азота, синтетический агар - олиготрофов). Изучение динамики численности исследуемых групп микроорганизмов показало некоторые особенности (Рисунок 1).
По истечении 94 месяцев экспозиции численность практически во всех физиологических групп микроорганизмов уменьшилась, по сравнению с показателями 36 и 72 месяцев. В первой и второй модельной системе численность олиготрофов и микроорганизмов, усваивающих неорганические формы азота, падает, а у микроорганизмов, усваивающих органические формы азота, наблюдается незначительный подъем, сопровождающийся в последующие 18 месяцев спадом. В третьей системе численность микроорганизмов увеличивается в 72 месяца, а по истечении 94 месяцев -опять падает.
Изучение количественного состава микроорганизмов показало, что максимальное количество физиологических групп было обнаружено в I системе, где экспонировалась полиэтиленовая пленка.
При изучении качественного состава установлено, что среди микроорганизмов, использующих органические формы азота,
доминировали прокариоты, предположительно идентифицированные как представители рода Bacillus. Среди олиготрофов обнаружены мицелиальные грибы, в основном рода Penicillum (3 штамма). Среди микроорганизмов, использующих неорганические формы азота, преобладали Aspergillus (4 штамма) и Penicillum (2 штамма).
Для выявления в модельных системах аммонификаторов использовали среду РПБ, нитрификаторов - среды Виноградского для I и II фазы нитрификации, денитрификаторов - среду Гильтая, азотфиксаторов - среду Эшби.
Установлено, что численность аммонификаторов в I системе составляет 103-104, во II - 101-104, в III - 102- 104 КОЕ/г. Важно отметить, что ни в одной системе не наблюдалось выделения NH3. Максимальный объем осадка отмечен во II и III системах, а такой культуральный признак, как изменение цвета - в I системе.
При изучении нитрифицирующих микроорганизмов на среде Виноградского установлено, что в опытных колбах не наблюдалось значительных изменений, что говорит о слабом прохождении процесса нитрификации в исследуемых МС. Об использовании нитрита судили по качественной реакции с реактивом
Грисса, при этом наибольшая реакция отмечена в I системе, в II и III системах - слабая реакция (розового цвет реакционной среды).
При определении нитратов в культуральной жидкости (реакция с дифениламином), их наличие отмечено только в III системе, что свидетельствует о протекании II фазы нитрификации.
Наличие денитрифицирующих микроорганизмов определяли на 7
сутки инкубации.
Об идущем восстановлении нитратов свидетельствует посинение среды. Денитрифицирующие микроорганизмы обнаружены во II и III системах.
На среде Эшби азотфиксирующих микроорганизмов не обнаружено, что свидетельствует о том, что процесс азотфиксации не идет ни в одной системе и круговорот азота не замкнут.
Для
выделения и изучения микроорганизмов, участвующих
в круговороте фосфора использовали бобовый агар. После инкубирования изучили количественный (МС-I 1,3*102 КОЕ/г, МС-II 0,5*102 КОЕ/г, МС-III 2,2*102 КОЕ/г), и качественный состав выделенных микроорганизмов. При изучении морфологических признаков микроорганизмов, участвующих в круговороте фосфора, обнаружены Г+, спорообразующие палочки (группа 18 по определителю Берджи), Г+, спорообразующие мелкие палочки и тетракокки (группа 13), Г+ неспорообразующие палочки (группа 15), стрептомицеты (группа 29), микромицеты рода Aspergillus.
Для изучения и выделения сульфатредуцирующих микроорганизмов использовали среду Таусона, по истечении 14 суток культивирования отмечали культуральные признаки. Качественная реакция на образование Fe2S3 при добавлении соли Мора в I и II системах положительная, так как наблюдалось интенсивное образование черного осадка в культуральной жидкости, в III системе никаких изменений не наблюдалось.
Признаки развития и выделение аэробных и анаэробных целлюлозоразрушающих микроорганизмов производили на 14 сутки. Установлено, что максимальное развитие анаэробных целлюлозоразрушающих микроорганизмов наблюдается в I системе. Во II системе признаком роста является лишь осадок, в III системе - осадок и пристеночный рост. Минимальное развитие аэробных целлюлозоразрушающих микроорганизмов наблюдалось в III системе.
При
изучении морфологических признаков обнаружены грамположительные палочки, предположительно относящиеся к роду Clostridium (группа 13).
Для выделения жироокисляющих микроорганизмов использовали среду Рана с растительным маслом, вносимым в качестве источника углерода. Инкубировали при 30оС в течение 2-3 суток. По мере развития микроорганизмов, окисляющих жиры масел, образуются белые хлопья водонерастворимых жирных кислот. В результате проделанного опыта
во всех модельных системах отмечено появление
белых хлопьев жирных
кислот, при прямом микроскопировании выявлены жироокисляющие эукариоты, предположительно относящиеся к родам Fusarium (1 штамм), Aspergillus (2 штамма).
Для выделения маслянокислых микроорганизмов использовали среду Виноградского. После инкубирования при температуре 30-35 оС в течение 2-3 суток изучили признаки развития маслянокислых микроорганизмов, а также провели качественные реакции. Во всех модельных системах обнаружены маслянокислые микроорганизмы, предположительно относящиеся к роду Clostridium (группа 13). Во всех системах качественные реакции были положительны.
Таким образом, в длительно экспонировавшихся с полимерными материалами модельных системах, отмечено наличие про- и эукариотных микроорганизмов, относящихся к различным физиологическим группам, участвующим в круговоротах углерода, азота и фосфора.
Список литературы
1. Арефьева О.А., Ерошкина А.а. Микробиология: метод. указания к лабораторным работам Часть 1. – Саратов: СГТУ, 2007. – 27с.
2.
Дзержинская И.С. Методы постановки накопительных культур различных физиологических и морфологических групп микроорганизмов. Методические указания– Астрахань: Изд-во
АГТУ, 2007.–136 с.
3. Зенова, Г.М. Практикум по биологии почв [Текст]: учеб. пособие / Г.М. Зенова, А.Л. Степанов, А.А. Лихачева, Н.А. Манчурова. – М.: Изд-во МГУ, 2002. – 120 с.; 28 см. – Библиогр.: с. 5 – 67. – 150 экз. - ISBN 5-211-04657-9
4. Мамай А.В. Микробная трансформация соединений азота и углерода в лесных почвах средней тайги (на примере Карелии): Автореф. дис…..канд. биол. наук, 2014, с 9.
5. Нетрусов, А. И. Микробиология [Текст] : учебник для студ. высш. учеб. заведений / А. И. Нетрусов, И. Б. Котова. – 2-е изд., стер. – М. : Академия, 2007. – 352 с. ; 26 см. - 2500 экз. - ISBN 978-5-7695-4419-4.
6. Помогаев, А. И. Теоретические основы органической химии [Текст]: учебное пособие / А. И. Помогаев. –М.: Изд-во МГУ, 2003. – 48 с. ; 25 см. – 300 экз.
7.
Теппер, Е.З. Практикум по микробиологии [Текст]: учеб. пособия для высш. с.-х. учеб. заведений / Е.З. Теппер, В.К. Шильникова, Г.И. Переверзева. - изд. 2-е , перераб., доп. - М. : Колос, 2005.- 216 с. ; 28 см.– Библиогр. : с. 150 - 200. - 20 000 экз.
